Участие адренорецепторов в механизмах возникновения патологического сердечного ритма, вызванного у новорожденных крысят введением хлорида никеля

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В экспериментах на 3-дневных крысятах для выявления возможного участия адренорецепторов (АР) в развитии патологического сердечного ритма с высокоамплитудными (> 0.5 c) брадикардическими комплексами (ПСРБК), возникающего у новорожденных крыс после введения NiCl2, проведен сравнительный анализ изменения показателей вариабельности сердечного ритма (ВСР), частоты сердцебиения и дыхания после инъекции NiCl2 и высокой дозы агониста β-АР изопротеренола. Введение NiCl2, блокирующего кальциевые каналы Т-типа (T-type voltage-dependent Ca2+ channel, T-VDCC), вызывает у 100% крысят возникновение ПСРБК, сопровождающегося снижением роли нервных влияний и возрастанием роли нейрогуморальных факторов в механизмах регуляции сердечного ритма. Активация β-АР вызывает сдвиги физиологических показателей, качественно и количественно сходные с наблюдаемыми после отравления крысят NiCl2, но при этом ПСРБК не возникает. Фармакологический анализ с премедикацией крысят антагонистами β-АР (пропранолол, атенолол) или α-АР (фентоламин) с последующим введением NiCl2 показал, что блокада β-АР неселективным адренолитиком пропранололом предотвращает развитие ПСРБК у половины крысят. У животных с возникающей после инъекции NiCl2 патологической аритмией отмечается резкое увеличение нагрузки на симпатоадреналовую систему, а также выявляется первоначальная (фоновая) неустойчивость механизмов регуляции сердечного ритма. Блокада α- и β1-АР не препятствует развитию ПСРБК при последующем введении NiCl2, что позволяет предполагать участие β2-АР в развитии аритмии. Введение крысятам селективного агониста β2-АР кленбутерола приводит к снижению ВСР, включая нейрогуморальное звено регуляции, и появлению у 22% крысят низкоамплитудных (< 0.1 c) брадикардических комплексов (БК). Полученные нами результаты в совокупности с анализом литературы позволяют полагать, что при возникновении ПСРБК в сложной совокупности изменений баланса регулирующих влияний важная роль принадлежит β-АР. Активация β1-АР способствует усилению выброса катехоламинов хромаффинными клетками надпочечников, возрастанию роли нейрогуморального звена регуляции сердечного ритма и вызывает активацию β2-АР. Блокада β2-АР, наоборот, снижает выброс катехоламинов и препятствует развитию патологической аритмии. Вторым необходимым фактором, приводящим к развитию аритмии с высокоамплитудными БК, является блокада кальциевых каналов Т-типа.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

С. В. Кузнецов

Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: ksv@iephb.ru
Россия, Санкт-Петербург

Н. Н. Кузнецова

Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН

Email: ksv@iephb.ru
Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Kuznetsov SV, Goncharov NV, Glashkina LM (2005) Change of parameters of functioning of the cardiovascular and respiratory systems in rats of different ages under effects of low doses of the cholinesterase inhibitor phosphacol. J Evol Biochem Physiol 41(2): 201–210. https://doi.org/10.1007/s10893-005-0055x
  2. Sizonov VА, Dmitrieva LE (2018) Heart Rhythm Disturbances Caused by Injection of Cholinesterase Inhibitor Physostigmine to Rats during the Early Ontogeny. Bull Exp Biol Med 165(1): 44–47. https://doi.org/10.1007/s10517-018-4095-9
  3. Kuznetsov SV, Kuznetsova NN (2022) Effects of Ni2+ on Heart and Respiratory Rhythms in Newborn Rats. J Evol Biochem Physiol 58(5): 1367–1380. https://doi.org/10.1134/S0022093022050088
  4. Massie BM (1997) Mibefradil: A Selective T-Type Calcium Antagonist. Am J Cardiol 80 (9A): 23I-32I. https://doi.org/10.1016/s0002-9149(97)00791-1
  5. Ferron L, Capuano V, Ruchon Y, Deroubaix E, Coulombe A, Renaud JF (2003) Angiotensin II signaling pathways mediate expression of cardiac T-type calcium channels. Circ Res 93: 1241–1248. https://doi.org/10.1161/01.RES.0000106134.69300.B7
  6. Schaffer SW, Jong CJ (2015) Regulation of Cardiac Hypertrophy by T-Type Ca2+ Channel. In: T-type Calcium Channels in Basic and Clinical Science. Springer-Verlag Wien. 73–84. https://doi.org/10.1007/978-3-7091-1413-1
  7. Mangoni ME, Nargeot J (2008) Genesis and regulation of the heart automaticity. Physiol Rev 88(3): 919–982. https://doi.org/10.1152/physrev.00018.2007
  8. Кузнецов СВ, Кузнецова НН (2023) Сравнительный анализ нарушений механизмов регуляции сердечного ритма, вызванных у новорожденных крыс хлоридом никеля и ингибитором ацетилхолинэстеразы эзерином. Рос физиол журн им ИМ Сеченова 109(8): 1024–1039. [Kuznetsov SV, Kuznetsova NN (2023) Comparative Analysis of Disorders of Heart Rhythm Regulation Mechanisms Induced in Newborn Rats by Nickel Chloride and the Acetylcholinesterase Inhibitor Physostigmine (Eserine). Russ Physiol J 109(8): 1024–1039. (In Russ)].
  9. De Diego AM, Gandía L, García AG (2008) A physiological view of the central and peripheral mechanisms that regulate the release of catecholamines at the adrenal medulla. Acta Physiol (Oxf) 192(2): 287–301. https://doi.org/10.1111/j.1748-1716.2007.01807.x
  10. Criado M (2018) Acetylcholine nicotinic receptor subtypes in chromaffin cells. Pflugers Arch – Eur J Physiol 470: 13–20. https://doi.org/10.1007/s00424-017-2050-7
  11. Giancippoli A, Novara M, de Luca A, Baldelli P, Marcantoni A, Carbone E, Carabelli V (2006) Low-threshold exocytosis induced by cAMP-recruited CaV3.2 (alpha1H) channels in rat chromaffin cells. Biophys J 90(5): 1830–1841. https://doi.org/10.1529/biophysj.105.071647
  12. Ecker PM, Lin CC, Powers J, Kobilka BK, Dubin AM, Bernstein D (2006) Effect of targeted deletions of beta1- and beta2-adrenergic-receptor subtypes on heart rate variability. Am J Physiol Heart Circ Physiol 290(1): H192–H199. https://doi.org/10.1152/ajpheart.00032.2005
  13. Alvarez C, Bladé C, Cartañà J (1993) α2-adrenergic blockade prevents hyperglycemia and hepatic glutathione depletion in nickel-injected rats. Toxicol Appl Pharmacol 121(1): 112–117. https://doi.org/10.1006/taap.1993.1135
  14. Robinson RB (1996) Autonomic receptor – effector coupling during post-natal development. Cardiovasc Res 31(Issue supp1): E68–E76. https://doi.org/10.1016/S0008-6363(95)00151-4
  15. Cesetti T, Hernández-Guijo JM, Baldelli P, Carabelli V, Carbone E (2003) Opposite action of beta1- and beta2-adrenergic receptors on Ca(V)1 L-channel current in rat adrenal chromaffin cells. J Neurosci 23(1): 73–83. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.23-01-00073.2003
  16. Baevsky RM, Chernikova AG (2017) Heart rate variability analysis: physiological foundations and main methods. Cardiometry 10: 66–76. https://doi.org/10.12710/CARDIOMETRY.2017.10.6676
  17. Altimiras J (1999) Understanding autonomic sympathovagal balance from short-term heart rate variations. Are we analyzing noise? Comp Biochem Physiol. A Mol Integr Physiol 124(4): 447–460. https://doi.org/10.1016/s1095-6433(99)00137-3
  18. Diveky T, Prasko J, Kamaradova D, Grambal A, Latalova K, Silhan P, Obereigneru R, Salinger J, Opavsky J, Tonhajzerova I (2013) Сomparison of heart rate variability in patients with panic disorder during cognitive behavioral therapy program. Psychiatria Danubina 25(1): 62–67.
  19. Kuznetsov SV, Kuznetsova NN (2016) Application of Cortexin for Correcting the Consequences of Hypoxic-Ischemic Damage in the Brain of Infant Rats. J Evol Biochem Physiol 52(3): 217–227. https://doi.org/10.1134/S0022093016030042
  20. Goldenthal EI (1971) A compilation of LD50 values in newborn and adult animals. Toxicol Appl Pharmacol 18(1): 185–207. https://doi.org/10.1016/0041-008x(71)90328-0
  21. Collins JM, McDevitt DG, Shanks RG, Swanton JG (1969) The cardio-toxicity of isoprenaline during hypoxia. Br J Pharmacol 36(1): 35–45. https://doi.org/10.1111/j.1476-5381.1969.tb08301.x
  22. Natarajan AR, Rong Q, Katchman AN, Ebert SN (2004) Intrinsic cardiac catecholamines help maintain beating activity in neonatal rat cardiomyocyte cultures. Pediatr Res 56(3): 411–417. https://doi.org/10.1203/01.PDR.0000136279.80897.4C
  23. Li Y, Zhang X, Zhang C, Zhang X, Li Y, Qi Z, Szeto C, Tang M, Peng Y, Molkentin JD, Houser SR, Xie M, Chen X (2018) Increasing T-type calcium channel activity by β-adrenergic stimulation contributes to β-adrenergic regulation of heart rates. J Physiol 596(7): 1137–1151. https://doi.org/10.1113/JP274756
  24. Kuznetsov V, Pak E, Robinson RB, Steinberg SF (1995) Beta2-adrenergic receptor actions in neonatal and adult rat ventricular myocytes. Circ Res 76(1): 40–52. https://doi.org/10.1161/01.res.76.1.40
  25. Novara M, Baldelli P, Cavallari D, Carabelli V, Giancippoli A, Carbone E (2004) Exposure to cAMP and β-adrenergic stimulation recruits CaV3 T-type channels in rat chromaffin cells through Epac cAMP-receptor proteins. J Physiol 558(Pt 2): 433–449. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2004.061184
  26. Oliveira ES, Pereira AH, Cardoso AC, Franchini KG, Bassani JWM, Bassani RA (2015) Atrial chronotropic reactivity to catecholamines in neonatal rats: Contribution of β-adrenoceptor subtypes. Eur J Pharmacol 64: 385–394. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2015.07.031
  27. Woodward KN Clenbuterol (WHO Food Additives Series 38). Adrenoceptor agonists. Clenbuterol. https://www.inchem.org/documents/jecfa/jecmono/v38je02.htm
  28. Ostadal B, Parizek A, Ostadalova I, Kolar F (2018) Cardiotoxicity of β-mimetic catecholamines during ontogenetic development – possible risks of antenatal therapy. Can J Physiol Pharmacol 96(7): 639–646. https://doi.org/10.1139/cjpp-2017–0774
  29. Brembilla-Perrot B, Muhanna I, Nippert M, Popovic B, Beurrier D, Houriez P, Terrier de la Chaise A, Claudon O, Louis P, Abdelaal A, State S, Andronache M, Suty-Selton C (2005) Paradoxical effect of isoprenaline infusion. Europace 7(6): 621–627. https://doi.org/10.1016/j.eupc.2005.06.012
  30. Levitsky KL, López-Barneo J (2009) Developmental change of T-type Ca2+ channel expression and its role in rat chromaffin cell responsiveness to acute hypoxia. J Physiol 587(Pt 9): 1917–1929. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2009.168989
  31. Tanaka H, Shigenobu K (1990) Role of beta-adrenoceptor-adenylate cyclase system in the developmental decrease in sensitivity to isoprenaline in foetal and neonatal rat heart. Br J Pharmacol 100(1): 138–142. https://doi.org/10.1111/j.1476-5381.1990.tb12065.x
  32. Cortez V, Santana M, Marques AP, Mota A, Rosmaninho-Salgado J, Cavadas C (2012) Regulation of catecholamine release in human adrenal chromaffin cells by β-adrenoceptors. Neurochem Int 60(4): 387–393. https://doi.org/10.1016/j.neuint.2011.12.018
  33. Guérineau NC, Desarménien MG, Carabelli V, Carbone E (2012) Functional chromaffin cell plasticity in response to stress: focus on nicotinic, gap junction, and voltage-gated Ca2+ channels. J Mol Neurosci 48(2): 368–386. https://doi.org/10.1007/s12031-012-9707-7
  34. Nagayama T, Matsumoto T, Kuwakubo F, Fukushima Y, Yoshida M, Suzuki-Kusaba M, Hisa H, Kimura T, Satoh S (1999) Role of calcium channels in catecholamine secretion in the rat adrenal gland. J Physiol 520(2): 503–512. https://doi.org/10.1111/j.1469-7793.1999.00503.x
  35. Berg T (2014) β3-adrenoceptors inhibit stimulated norepinephrine release in spontaneously hypertensive rats. Front Physiol 5: 499. https://doi.org/10.3389/fphys.2014.00499
  36. Carbone E, Borges R, Eiden LE, García AG, Hernández-Cruz A (2019) Chromaffin Cells of the Adrenal Medulla: Physiology, Pharmacology and Disease. Compr Physiol 9(4): 1443–1502. https://doi.org/10.1002/cphy.c190003

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Нарушения сердечного ритма у 3-дневного крысенка через 14 мин после инъекции NiCl2 в дозе 109 мг/кг. Представлены периодограмма сердечного ритма (а), ЭКГ (b) и фрагмент записи ЭКГ с 30 по 50 с (c). По оси абсцисс – время (с), по оси ординат – амплитуда ЭКГ (мВ) и периодограммы ритма (с).

Скачать (334KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Сдвиг показателей ВСР у 3-дневных крысят после инъекции NiCl2 (a, b), изопротеренола (c, d) и кленбутерола (e, f), представленный в % от исходного (фонового) уровня, принятого за 100%. Значения показателей VLF, LF, HF, To (a, c, e) даны в нормированном виде (максимумы мощности индивидуальных спектров приняты за 1). Относительная мощность диапазонов VLF, LF, HF (b, d, f) представлена в % от общей (То) мощности спектра. Коэффициент LF/HF рассчитан, исходя из усредненных индивидуальных нормированных показателей LF и HF. ЧСС (HR) представлена в уд/мин. *p < 0.05 – достоверность различий между фоном и опытом, представленная на основании данных табл. 2, 3, 8.

Скачать (952KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Сдвиг показателей ВСР у 3-дневных крысят, представленный в % от исходного (фонового) уровня, принятого за 100%, после инъекции NiCl2 без (a) и после премедикации животных фентоламином (b), атенололом (c) и пропранололом (d, e). Значения показателей абсолютной мощности диапазонов VLF, LF, HF, To даны в нормированном виде (максимумы мощности индивидуальных спектров приняты за 1). Здесь и на рис. 4: *p < 0.05 – достоверность различий между фоном и опытом, представленная на основании данных табл. 2, 4, 5, 7.

Скачать (674KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Сдвиг показателей ВСР у 3-дневных крысят после фармакологических воздействий в % от исходного (фонового) уровня, принятого за 100%. Относительная мощность диапазонов VLF, LF, HF представлена в % от общей (То) мощности спектра. Коэффициент LF/HF рассчитан, исходя из усредненных индивидуальных нормированных показателей LF и HF. ЧСС (HR) представлена в уд/мин.

Скачать (473KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Синхронизация брадикардических комплексов сердечного ритма (a) у 3-дневного крысенка со вспышками моторной активности (b) в фоне и после инъекции кленбутерола в дозе 90 мг/кг (c, d). По оси абсцисс – время в секундах, по оси ординат на (a), (с) – длительность RR-интервалов (секунды); на b, d – мощность ЭМГ (В2•с).

Скачать (168KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024