Упруго-эластические свойства клеточной поверхности и метаболический профиль эмбриональной первичной смешанной культуры нейронов гиппокампа в условиях блокады Р2Х3-рецептора

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Р2Х3-рецепторы, локализованные в гиппокампе, принимают участие в передаче возбуждения и формировании синаптической пластичности, лежащей в основе обучения и памяти. Важное значение Р2Х3-рецепторы имеют в возникновении нейропатической боли при эпилепсии, острой и воспалительной боли различного генеза и локализации, а также в активации и росте нервов после черепно-мозговой травмы. Целью выполненного исследования явилось изучить упруго-эластические свойства поверхности и метаболический профиль нейронов эмбриональной первичной смешанной культуры гиппокампа в условиях блокады Р2Х3-рецептора. Исследование выполнено на первичной смешанной культуре нейронов гиппокампа, полученной от мышей линии CD1 на 18-й день гестации (Е18). В качестве блокатора Р2Х3-рецептора выбран высокоселективный блокатор 5-(5-йод-2-изопропил-4-метоксифенокси)пиримидин-2.4-диамин монохлоридная соль. Для оценки упруго-эластических свойств нейронов измеряли модуль Юнга, характеризующий жесткость клеточной поверхности. Измерения проводили на атомно-силовом микроскопе, накладывая нагрузку в 25 локальных участках клеточной поверхности. В каждой точке регистрировали силовые кривые подвода и отвода кантилевера с последующим расчетом модуля Юнга. Метаболический профиль нейроглиальной культуры изучали в тестах Energy Phenotype на анализаторе клеточного метаболизма Seahorse HS mini (США). Модуль Юнга клеточной поверхности нейронов в контроле находился в пределах от 6.8 ± 0.1 до 9.7 ± 0.2 кПА, а под действием блокатора Р2Х3-рецептора в диапазоне от 3.1 ± 0.1 до 8.5 ± 0.1 кПА. В условиях блокады Р2Х3-рецептора на 5-е сутки дифференцировки модуль Юнга клеточной поверхности был снижен на 62% (p < 0.05), на 8-е сутки увеличился на 22% (р < 0.05), а к 11-м суткам – снизился на 16.7% (р < 0.05) по сравнению с контролем. Для эмбриональной культуры гиппокампа был характерен аэробный тип дыхания как в контроле, так и при блокаде Р2Х3-рецептора. Следовательно, блокада Р2Х3-рецептора не оказывала влияния на метаболический профиль культуры гиппокампа Е18. Полученные данные указывают на непосредственное участие Р2Х3-рецептора в формировании биомеханических свойств клеточной поверхности в процессах дифференцировки и сигнальной трансдукции. Не исключено, что блокада Р2Х3-рецептора может быть одной из перспективных молекулярных мишеней, позволяющих снизить повреждение нейронов при травмах головного мозга, нейровоспалении, эпилепсии. Кроме того, изучение последствий блокады Р2Х3-рецептора может расширить фундаментальные представления о роли пуринергической сигнальной системы в формировании сложной морфологии нейронов на ранних стадиях развития эмбрионов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. С. Зеленцова

Белгородский государственный национальный исследовательский университет

Email: marinaskorkina0077@gmail.com
Россия, Белгород

В. С. Шмигерова

Белгородский государственный национальный исследовательский университет

Email: marinaskorkina0077@gmail.com
Россия, Белгород

Ю. В. Степенко

Белгородский государственный национальный исследовательский университет

Email: marinaskorkina0077@gmail.com
Россия, Белгород

М. Ю. Скоркина

Белгородский государственный национальный исследовательский университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: marinaskorkina0077@gmail.com
Россия, Белгород

А. В. Дейкин

Белгородский государственный национальный исследовательский университет

Email: marinaskorkina0077@gmail.com
Россия, Белгород

Список литературы

  1. Papp L, Balázsa T, Köfalvi A, Erdélyi F, Szabó G, Vizi ES, Sperlágh B (2004) P2X receptor activation elicits transporter-mediated noradrenaline release from rat hippocampal slices. J Pharmacol Exp Ther 3: 973–380. https://doi.org/10.1124/jpet.104.066712
  2. Rodrigues RJ, Almeida T, Richardson PJ, Oliveira CR, Cunha RA (2005) Dual presynaptic control by ATP of glutamate release via facilitatory P2X1, P2X2/3, and P2X3 and inhibitory P2Y1, P2Y2, and/or P2Y4 receptors in the rat hippocampus. J Neurosci 25: 6286–6295. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.0628-05.2005
  3. Pankratov Y, Lalo U, Krishtal OA, Verkhratsky A (2009) P2X receptors and synaptic plasticity. Neuroscience 158: 137–148. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2008.03.076
  4. Abbracchio MP, Burnstock G (1998) Purinergic signalling: Pathophysiological roles. Jpn J Pharmacol 78: 113–145. https://doi.org/10.1254/jjp.78.113
  5. Burnstock G, Knight GE (2004) Cellular distribution and functions of P2 receptor subtypes in different systems. Int Rev Cytol 240: 31–304. https://doi.org/10.1016/S0074-7696(04)40002-3
  6. Mishra SK, Braun N, Shukla V, Füllgrabe M, Schomerus C, Korf HW, Gachet C, Ikehara Y, Sévigny J, Robson SC, Zimmermann H (2006) Extracellular nucleotide signaling in adult neural stem cells: synergism with growth factor-mediated cellular proliferation. Development 133: 675–684. https://doi.org doi: 10.1242/dev.02233
  7. Brederson JD, Jarvis MF (2008) Homomeric and heteromeric P2X3 receptors in peripheral sensory neurons. Curr Opin Investig Drugs 9: 716–725.
  8. Burnstock G (2015) Physiopathological roles of P2X receptors in the central nervous system. Curr Med Chem 22: 819–844. https://doi.org/10.2174/0929867321666140706130415
  9. Burnstock G (2017) Purinergic signalling: therapeutic developments. Front Pharmacol 8: 661. https://doi.org/10.3389/fphar.2017.00661
  10. Pedata F, Dettori I, Coppi E (2016) Purinergic signalling in brain ischemia. Neuropharmacology 104: 105–130. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2015.11.007
  11. Heine C, Sygnecka K, Franke H (2016) Purines in neurite growth and astroglia activation. Neuropharmacology 104: 255–271. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2015.10.022
  12. Heine C, Heimrich B, Vogt J, Wegner A, Illes P, Franke H (2006) P2 receptor-stimulation influences axonal outgrowth in the developing hippocampus in vitro. Neuroscience 138: 303–311. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2005.11.056
  13. Lommen J, Detken J, Harr K, von Gall C, Ali AAH (2021) Analysis of spatial and temporal distribution of purinergic P2 receptors in the mouse hippocampus. Int J Mol Sci 22: 8078. https://doi.org/10.3390/ijms22158078
  14. Pankratov YV, Lalo UV, Krishtal OA (2002) Role for P2X receptors in long-term potentiation. J Neurosci 22: 8363–8369. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.22-19-08363.2002
  15. Lüscher C, Malenka RC (2012) NMDA receptor-dependent long-term potentiation and long-term depression (LTP/LTD). Cold Spring Harb Perspect Biol 4: a005710. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a005710
  16. Cheung K-K, Burnstock G (2002) Localization of P2X3 receptors and coexpression with P2X2 receptors during rat embryonic neurogenesis. J Comp Neur 443: 368–382. https://doi.org/10.1002/cne.10123
  17. Gong M, Ye S, Li WX, Zhang J, Liu Y, Zhu J, Lv W, Zhang H, Wang J, Lu A, He K (2020) Regulatory function of praja ring finger ubiquitin ligase 2 mediated by the P2rx3/P2rx7 axis in mouse hippocampal neuronal cells. Am J Physiol Cell Physiol 318: C1123–C1135. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00070.2019
  18. Devine MJ, Kittler JT (2018) Mitochondria at the neuronal presynapse in health and disease. Nat Rev Neurosci 19: 63–80. https://doi.org/10.1038/nrn.2017.170
  19. Na S, Collin O, Chowdhury F, Tay B, Ouyang M, Wang Y, Wang N (2008) Rapid signal transduction in living cells is a unique feature of mechanotransduction. Proc Natl Acad Sci U S A 105: 6626–6631. https://doi.org/10.1073/pnas.0711704105
  20. Kaech S, Banker G (2006) Culturing hippocampal neurons. Nat Protoc 1: 2406–2415. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.356
  21. Carter DS, Alam M, Cai H, Dillon MP, Ford APDW, Gever J (2009) Identification and SAR of novel diaminopyrimidines. Part 1: the discovery of RO-4. a dual P2X3/P2X2/3 antagonist for the treatment of pain. Bioorg Med Chem Lett 19: 1628–1631. https://doi.org/10.1016/j.bmcl.2009.02.003
  22. Spedden E, Staii C (2013) Neuron biomechanics probed by atomic force microscopy. Int J Mol Sci 14: 16124–16140. https://doi.org/10.3390/ijms140816124
  23. Jiang FX, Lin DC, Horkay F, Langrana NA (2011) Probing mechanical adaptation of neurite outgrowth on a hydrogel material using atomic force microscopy. Ann Biomed Eng 39: 706–713. https://doi.org/10.1007/s10439-010-0194-0
  24. Xiong Y, Lee AC, Suter DM, Lee GU (2009) Topography and nanomechanics of live neuronal growth cones analyzed by atomic force microscopy. Biophys J 96: 5060–5072. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2009.03.032
  25. Skorkina MY, Fedorova MZ, Sladkova EA, Muravuov AV (2012) The use of nanomechanic sensor for studies of morphofunctional properties of lymphocytes from healthy donors and patients with chronic lymphoblastic leukemia. Bull Exp Biol Med 154: 163–166. https://doi.org/10.1007/s10517-012-1899-x
  26. Lowery LA, Van Vactor D (2009) The trip of the tip: understanding the growth cone machinery. Nat Rev Mol Cell Biol: 332–343. https://doi.org/10.1038/nrm2679
  27. Kronlage C, Schafer-Herte M, Boning D, Oberleithner H, Fels J (2015) Feeling for filaments: quantification of the cortical actin web in live vascular 10endothelium Biophys J 109: 687–698. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2015.06.066
  28. Spedden E, White JD, Naumova EN, Kaplan DL, Staii C (2012) Elasticity maps of living neurons measured by combined fluorescence and atomic force microscopy. Biophys J 103: 868–877. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2012.08.005
  29. Coles CH, Bradke F (2015) Coordinating neuronal actin-microtubule dynamics. Curr Biol 25: R677–R691. https://doi.org/10.1016/j.cub.2015.06.020
  30. Pollard TD, Cooper J (2009) Actin: a central player in cell shape and movement. Science 326: 1208–1212. https://doi.org/10.1126/science.1175862
  31. Verstegen AM, Tagliatti E, Lignani G, Marte A, Stolero T, Atias M, Corradi A, Valtorta F, Gitler D, Onofri F, Fassio A, Benfenati F (2014) Phosphorylation of synapsin I by cyclin-dependent kinase-5 sets the ratio between the resting and recycling pools of synaptic vesicles at hippocampal synapses. J Neurosci 34: 7266–7280. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.3973-13.2014
  32. Cesca F, Baldelli P, Valtorta F, Benfenati F (2010) The synapsins: key actors of synapse function and plasticity. Prog Neurobiol 91: 313–348. https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2010.04.006.
  33. Gu Y, Wang C, Li G, Huang LY (2016) EXPRESS: F-actin links Epac-PKC signaling to purinergic P2X3 receptors sensitization in dorsal root ganglia following inflammation. Mol Pain 12: 1744806916660557. https://doi.org/10.1177/1744806916660557
  34. Goswami C, Kuhn J, Heppenstall PA, Hucho T (2010) Importance of non-selective cation channel TRPV4 interaction with cytoskeleton and their reciprocal regulations in cultured cells. PLoS One 5: e11654. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0011654
  35. Bele T, Fabbretti E (2016) The scaffold protein calcium/calmodulin-dependent serine protein kinase controls ATP release in sensory ganglia upon P2X3 receptor activation and is part of an ATP keeper complex. J Neurochem 138: 587–597. https://doi.org/10.1111/jnc.13680
  36. Gillespie JM, Hodge JJ (2013) CASK regulates CaMKII autophosphorylation in neuronal growth, calcium signaling, and learning. Front Mol Neurosci 6: 27. https://doi.org/10.3389/fnmol.2013.00027
  37. Gnanasekaran A, Bele T, Hullugundi S, Simonetti M, Ferrari MD, van den Maagdenberg AM, Nistri A, Fabbretti E (2013) Mutated CaV2.1 channels dysregulate CASK/P2X3 signaling in mouse trigeminal sensory neurons of R192Q Cacna1a knock-in mice. Mol Pain 9: 62. https://doi.org/10.1186/1744-8069-9-62
  38. Soares J, Araujo GRS, Santana C, Matias D, Moura-Neto V, Farina M, Frases S, Viana NB, Romão L, Nussenzveig HM, Pontes B (2020) Membrane elastic properties during neural precursor cell differentiation. Cells 9: 1323. https://doi.org/10.3390/cells9061323
  39. Pontes B, Ayala Y, Fonseca AC, Romão LF, Amaral RF, Salgado LT, Lima FR, Farina M, Viana NB, Moura-Neto V, Nussenzveig HM (2013) Membrane elastic properties and cell function. PLoS One 8: e67708. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0067708
  40. Abbracchio MP, Ceruti S (2006) Roles of P2 receptors in glial cells: focus on astrocytes. Purinerg Signal 2: 595–604. https://doi.org/10.1007/s11302-006-9016-0
  41. Fumagalli M, Brambilla R, D'Ambrosi N, Volonté C, Matteoli M, Verderio C, Abbracchio MP (2003) Nucleotide-mediated calcium signaling in rat cortical astrocytes: Role of P2X and P2Y receptors. Glia 43: 218–223. https://doi.org/10.1002/glia.10248
  42. Abbracchio MP, Saffrey MJ, Hopker V, Burnstock G (1994) Modulation of astroglial cell proliferation by analogues of adenosine and ATP in primary cultures of rat striatum. Neuroscience 59: 67–76. https://doi.org/10.1016/0306-4522(94)90099-x
  43. Rose J, Brian C, Pappa A, Panayiotidis MI, Franco R (2020) Mitochondrial metabolism in astrocytes regulates brain bioenergetics. Neurotransmission and redox balance. Front Neurosci 14: 536682. https://doi.org/10.3389/fnins.2020.536682
  44. Séguéla P, Haghighi A, Soghomonian JJ, Cooper E (1996) A novel neuronal P2x ATP receptor ion channel with widespread distribution in the brain. J Neurosci 16: 448–455. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.16-02-00448.1996
  45. Rodrigues RJ, Almeida T, Díaz-Hernández M, Marques JM, Franco R, Solsona C, Miras-Portugal MT, Ciruela F, Cunha RA (2016) Presynaptic P2X1–3 and α3-containing nicotinic receptors assemble into functionally interacting ion channels in the rat hippocampus. Neuropharmacology 105: 241–257. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2016.01.022
  46. Cunha RA, Vizi ES, Ribeiro JA, Sebastião AM (1996) Preferential release of ATP and its extracellular catabolism as a source of adenosine upon high- but not low-frequency stimulation of rat hippocampal slices. J Neurochem 67: 2180–2187. https://doi.org/10.1046/j.1471-4159.1996.67052180.x
  47. Levy M, Faas GC, Saggau P, Craigen WJ, Sweatt JD (2003) Mitochondrial regulation of synaptic plasticity in the hippocampus. J Biol Chem 278: 17727–17734. https://doi.org/10.1074/jbc.M212878200
  48. Zhou X, Ma LM, Xiong Y, Huang H, Yuan JX, Li RH, Li JN, Chen YM (2016) Upregulated P2X3 receptor expression in patients with intractable temporal lobe epilepsy and in a rat model of epilepsy. Neurochem Res 41: 1263–1273. https://doi.org/10.1007/s11064-015-1820-x
  49. Chen Y, Zhang X, Wang C, Li G, Gu Y, Huang LY (2008) Activation of P2X7 receptors in glial satellite cells reduces pain through downregulation of P2X3 receptors in nociceptive neurons. Proc Natl Acad Sci U S A 105: 16773–16778. https://doi.org/10.1073/pnas.0801793105

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Процедура атомно-силовой спектроскопии клеточной поверхности нейрона на 1-е сутки дифференцировки в культуре: (a) – принципиальная схема сканирования образца: клетка на подложке; кантилевер, который перемещается по клеточной поверхности; луч лазера настроен на гибкую консоль кантилевера, которая отклоняется при перемещении по поверхности и передает информацию на 4-секционный фотодиод, (b) – изображение нейрона, полученное при сканировании в программном обеспечении Nova с наложением нагрузки (1 нН) в 25 точках поверхности, (c) – кривые подвода (синяя) и отвода (красная) в каждой точке наложения нагрузки, по которым программное обеспечение строит карты локальной упругости, (d) – карта локальной упругости поверхности нейрона (темные участки карты указывают на высокие значения модуля Юнга, а значит и более высокую жесткость поверхности).

Скачать (174KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Модуль Юнга клеточной поверхности первичной смешанной культуры нейронов Е18 в условиях блокады Р2Х3 рецептора. * достоверные различия при р < 0.05 по критерию Стьюдента.

Скачать (99KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Метаболическая карта энергетического фенотипа первичной смешанной культуры нейронов: обозначены области дыхания Aerobic – аэробное дыхание; Quiescence – дыхательный покой; Energy – клеточный метаболизм, основанный на смешанном дыхании (окислительное фосфорилирование и гликолиз); Glycolytic – анаэробное дыхание. Серым цветом указана контрольная группа, черным – опытная группа (блокатор Ro-4). Закрашенные квадратики обозначают дыхание до блокады цепи переноса электронов, незакрашенные квадратики означают дыхание после блокады цепи переноса электронов стрессорами.

Скачать (113KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024