Влияние обработки корней проростков пшеницы (Triticum aestivum L.) лектинами Azospirillum на устойчивость к абиотическому стрессу

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Известно, что ростостимулирующие ризобактерии рода Azospirillum оказывают влияние на устойчивость растений к абиотическому стрессу, однако механизмы, лежащие в основе этого процесса, остаются неясными. В работе исследовали влияние лектинов азоспирилл на засухоустойчивость пшеницы Triticum aestivum. Поверхностные лектины штаммов A. brasilense Sp7 и A. baldaniorum Sp245 способны присоединяться к специфическим углеводам и обеспечивать связывание бактерий с поверхностью корня растения. Они обладают полифункциональностью, а эффекты, вызываемые лектинами, носят дозозависимый характер. В корнях проростков пшеницы в условиях засушливого стресса лектины с различной интенсивностью повышали активность пероксидазы, супероксиддисмутазы и каталазы. Лектины уменьшали перекисное окисление липидов, но увеличивали содержание вторичных метаболитов, таких как общие фенолы и флавоноиды. В корнях стрессированных проростков лектины вызывали дозозависимое увеличение содержания общего белка и приводили к изменению электрофоретических спектров низкомолекулярных белков. Полученные результаты позволили сделать вывод, что использование лектинов может обеспечить доступное и простое решение повышения продуктивности сельскохозяйственных культур в условиях ограниченной доступности воды.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

С. A. Аленькина

ФИЦ “Саратовский научный центр РАН”

Автор, ответственный за переписку.
Email: s.alenkina@yandex.ru

Институт биохимии и физиологии растений и микроорганизмов

Россия, 410049 Саратов, просп. Энтузиастов, 13

М. А. Купряшина

ФИЦ “Саратовский научный центр РАН”

Email: s.alenkina@yandex.ru

Институт биохимии и физиологии растений и микроорганизмов

Россия, 410049 Саратов, просп. Энтузиастов, 13

Список литературы

  1. Takahashi F., Kuromori T., Urano K., Yamaguchi-Shinozaki K., Shinozaki K. Drought stress responses and resistance in plants: from cellular responses to long-distance intercellular communication // Front. Plant Sci. 2020. V. 11. P. 556972.
  2. Oguz M.C., Aycan M., Oguz E., Poyraz I., Yildiz M. Drought stress tolerance in plants: interplay of molecular, biochemical and physiological responses in important development stages // Physiologia. 2022. V. 2. P. 180–197.
  3. Puente M.L., Gualpa G.L., Lopez G.A., Molina R.M., Carletti S.M., Cassán F.D. The benefits of foliar inoculation with Azospirillum brasilense in soybean are explained by an auxin signaling model // Symbiosis. 2018. V. 76. P. 41–49.
  4. Bhattacharyya P.N., Jha D.K. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): emergence in agriculture // World J. Microbiol. Biotechnol. 2012. V. 28. P. 1327–1350.
  5. Cassan F., Diaz-Zorita M. Azospirillum sp. in current agriculture: From the laboratory to the field // Soil Biol. Biochem. 2016. V. 103. P. 117–130.
  6. Lana M., Dartora J., Marini D., Hann J. Inoculation with Azospirillum, associated with nitrogen fertilization in maize // Rev. Ceres Viçosa. 2012. V. 59. P. 399–405.
  7. Laus M.C., Logman T.J., Lamers G.E., Van Brussel A.N., Carlson R.W., Kijne J.W. A novel polar surface polysaccharide from Rhizobium leguminosarum binds host plant lectin // Mol. Microbiol. 2006. V. 59(6). P. 61704–61713.
  8. Антонюк Л.П., Евсеева Н.В. Лектин пшеницы как фактор растительно-микробной коммуникации и белок стрессового ответа // Микробиология. 2006. Т. 75. № 4. С. 544–549.
  9. Castellanos T., Ascencio F., Bashan Y. Cell-surface lectins of Azospirillum spp. // Curr. Microbiol. 1998. V. 36. P. 241–244.
  10. Никитина В.Е., Пономарева Е.Г., Аленькина С.А. Лектины клеточной поверхности азоспирилл и их роль в ассоциативных взаимоотношениях с растениями // Молекулярные основы взаимоотношений ассоциативных микроорганизмов с растениями / Под ред. В.В. Игнатова. М.: Наука, 2005. С. 70–97.
  11. Alen’kina S.A., Payusova O.A., Nikitina V.E. Effect of Azospirillum lectins on the activities of wheat-root hydrolytic enzymes // Plant and Soil. 2006. V. 283. P. 147–151.
  12. Alen’kina S.A., Bogatyrev V.A., Matora L.Yu., Sokolova M.K., Chernysheva M.P., Trutneva K.A., Nikitina V.E. Signal effects of the lectin from the associative nitrogen-fixing bacterium Azospirillum brasilense Sp7 in bacterial-plant root interactions // Plant and Soil. 2014. V. 381. P. 337–349.
  13. Alen’kina S.А., Romanov N.I., Nikitina V.Е. Regulation by Azospirillum lectins of the activity of antioxidant enzymes in wheat seedling roots under short-term stresses // Brazil. J. Bot. 2018 V. 41. P. 579–587.
  14. Аленькина С.A., Никитина В.Е. Влияние лектинов азоспирилл на активность аскорбатпероксидазы и содержание аскорбиновой кислоты в корнях проростков пшеницы при абиотических стрессах // Прикл. биохим. и микробиол. 2020. Т. 56. № 2. С. 174–181.
  15. Аленькина С.A., Никитина В.Е. Cтимулирующий эффект лектинов ассоциативных бактерий рода Azospirillum на всхожесть и морфометрические характеристики проростков яровой пшеницы при смоделированных абиотических стрессах // Физиология растений. 2021. Т. 68. № 2. С. 1–7.
  16. Хайруллин Р.M., Яруллина Л.Г., Трошина Н.Б., Ахметова И.Э. Активация хитоолигосахаридами окисления орто-фенилендиамина проростками пшеницы в присутствии щавелевой кислоты // Биохимия. 2001. Т. 66. № 3. С. 354–358.
  17. Aebi H. Catalase in vitro // Methods in Enzymology / Ed. Packer L. San Diego: Academic Press, 1984. V. 105. P. 121–126.
  18. Alscher R.G., Erturk N., Heath L.S. Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress plants // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P. 1331–1341.
  19. Makkar H.P.S., Siddhuraju P., Becker K. Trypsin inhibitor // Plant Secondary Metabolites. N.J.: Humana Press, Totowa, 2007. V. 393. P. 1–122.
  20. Marinova D., Ribarova F., Atanassova M. Total phenolics and total flavonoids in bulgarian fruits and vegetables // J. Univer. Chem. Technol. Metall. 2005. V. 40. P. 255–260.
  21. Wu H., Wu X., Li Z., Duan L., Zhang M. Physiological evaluation of drought stress tolerance and recovery in cauliflower (Brassica leracea L.) seedlings treated with methyl jasmonate and coronatine // J. Plant Growth Regul. 2012. V. 31. P. 113–123.
  22. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248–254.
  23. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the read of bacteriophage // Nature. 1970. V. 227(5259). P. 680–685.
  24. Ashraf M. Biotechnological approach of improving plant salt tolerance using antioxidants as markers // Biotechno. Adv. 2009. V. 27. P. 84–93.
  25. Ishikawa T., Takahara K., Hirabayashi T., Matsumura H., Fujisawa S., Terauchi R., Kawai-Yamada M. Metabolome analysis of response to oxidative stress in rice suspension cells overexpressing cell death suppressor Bax inhibitor-1 // Plant Cell Physiol. 2010. V. 51(1). P. 9–20.
  26. Huseynova I.M. Photosynthetic characteristics and enzymatic antioxidant capacity of leaves from wheat cultivars exposed to drought // Biochim. Biophys. Acta (BBA)–Bioenerg. 2012. V. 1817(8). P. 1516–1523.
  27. Guidi L., Tattini M. Antioxidant defenses in plants: a dated topic of current interest // Antioxidants. 2021. V. 10(6). P. 855.
  28. Horváth E., Pál M., Szalai G., Páldi E., Janda T. Exogenous 4-hydroxybenzoic acid and salicylic acid modulate the effect of short term drought and freezing stress on wheat plants // Biol. Plantarum. 2007. V. 51(3). P. 480–487.
  29. Arzanesh M.H., Alikhani H.A., Khavazi K., Rahimian H.A., Miransari M. In vitro growth of wheat (Triticum aestivum L.) seedlings, inoculated with Azospirillum sp., under drought stress // Inter. J. Bot. 2009. V. 5. P. 244–249.
  30. Darkó É., Fodor J., Dulai S., Ambrus H., Szenzenstein A., Király Z., Barnabás B. Improved cold and drought tolerance of doubled haploid maize plants selected for resistance to prooxidant tert-butyl hydroperoxide // J. Agron. Crop Sci. 2011. V. 197(6). P. 454–465.
  31. Georgiadou E.C., Ntourou T., Goulas V., Manganaris G.A., Kalaitzis P., Fotopoulos V. Temporal analysis reveals a key role for VTE5 in vitamin E biosynthesis in olive fruit during on-tree development // Front. Plant Sci. 2015. V. 6. P. 871.
  32. Ahmad Z., Waraich E.A., Akhtar S., Anjum S., Ahmad T., Mahboob W., Rizwan M. Physiological responses of wheat to drought stress and its mitigation approaches // Acta Physiol. Plantarum. 2018. V. 40(4). P. 80.
  33. Kotak S., Larkindale J., Lee U., von Koskull-Doring P., Vierling E., Scharf K.D. Complexity of the heat stress response in plants // Curr. Opin. Plant Biol. 2007. V. 10. P. 310–316.
  34. Kosmala Ar., Bocian Al., Rapicz M., Jurczyk B., Zwierzykowski Zb. Identification of leaf proteins differentially accumulated during cold acclimation between Festuca pratensis plants with distinct level of frost tolerance // J. Exp. Bot. 2009. V. 60. P. 3595–3609.
  35. Cheng G., Basha E., Wysocki V.H., Vierling E. Insights into small heat shock protein substrate structure during chaperone action derived from hydrogen/deuterium exchange and mass spectrometry // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. P. 26634–26642.
  36. Шелудько А.В., Пономарева Е.Г., Варшаломидзе О.Э., Ветчинкина Е.И., Кацы Е.И., Никитина В.Е. Гемагглютинирующая активность и подвижность бактерий Azospirillum brasilense в присутствии разных источников азота // Микробиология. 2009. Т. 78. № 6. С. 749–756.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Влияние лектинов A. brasilense Sp7 и A. baldaniorum Sp245 на содержание МДА в корнях проростков пшеницы при засухе: 1 – контроль, без лектинов, 2 – 0.1 мM, 3 – 0.3 мM, 4 – 0.6 мM, 5 – 1.2 мM. Результаты представлены как средние арифметические ± стандартная ошибка. Разными буквами обозначены достоверно отличающиеся величины (р < 0.05). То же на рис. 2–3.

Скачать (26KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Влияние лектинов A. brasilense Sp7 и A. baldaniorum Sp245 на содержание ФС в корнях проростков пшеницы при засухе: 1 – контроль, без лектинов, 2 – 0.1 мM, 3 – 0.3 мM, 4 – 0.6 мM, 5 – 1.2 мM.

Скачать (28KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Влияние лектинов A. brasilense Sp7 и A. baldaniorum Sp245 на содержание флавоноидов в корнях проростков пшеницы при засухе: 1 – контроль, без лектинов, 2 – 0.1 мM, 3 – 0.3 мM, 4 – 0.6 мM, 5 – 1.2 мM.

Скачать (27KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Влияние лектинов A. brasilense Sp7 и A. baldaniorum Sp245 на электрофоретический спектр низкомолекулярных белков в корнях проростков, происходящем под влиянием засухи. M – молекулярные маркеры, 1 – контроль корни, 2 – корни + засуха, 3 – корни + засуха + лектин A. brasilense Sp7 0.3 мM, 60 мин, 4 – корни + засуха + лектин A. baldaniorum Sp245 0.1 мM, 60 мин.

Скачать (14KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025